Composición de la comunidad microbiana de los desechos de alimentos antes de la digestión anaeróbica.

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 12703 (2023) Citar este artículo

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Detalles de métricas

La digestión anaeróbica se utiliza ampliamente para procesar y recuperar valor de los residuos de alimentos. Las instalaciones comerciales de digestión anaeróbica de residuos de alimentos buscan mejoras en la eficiencia del proceso para permitir un mayor rendimiento. Existe información limitada sobre la composición de las comunidades microbianas en los desechos de alimentos antes de la digestión, lo que limita la explotación racional del potencial catalítico de los microorganismos en los procesos de pretratamiento. Para abordar esta brecha de conocimiento, durante tres meses se caracterizaron comunidades bacterianas y fúngicas en muestras de desechos de alimentos de una instalación comercial de digestión anaeróbica. La abundancia de genes bacterianos de ARNr 16S fue aproximadamente cinco órdenes de magnitud mayor que la abundancia de la secuencia espaciadora intergénica de hongos (ITS), lo que sugiere el dominio numérico de las bacterias sobre los hongos en los desechos de alimentos antes de la digestión anaeróbica. Se presenta evidencia de la proliferación masiva de bacterias en los desechos de alimentos durante el almacenamiento antes de la digestión anaeróbica. La composición de la comunidad bacteriana muestra variación con el tiempo, pero los linajes dentro de la familia Lactobacillaceae son consistentemente dominantes. El contenido de nitrógeno y el pH están correlacionados con la variación de la comunidad. Estos hallazgos forman una base para comprender la ecología microbiana de los desechos de alimentos y brindan oportunidades para mejorar aún más el rendimiento de la digestión anaeróbica.

En 2017, se generaron 2 mil millones de toneladas de residuos sólidos urbanos en todo el mundo. En el cual se recogió el 84% y sólo se recicló el 15%1. Aproximadamente el 60% de este flujo de residuos es orgánico2 y puede digerirse anaeróbicamente para recuperar energía. En el Informe sobre generación de residuos del gobierno australiano de 2018, el 87 % de los residuos de alimentos se depositaron en vertederos, lo que generó problemas de lixiviados y gases de vertedero. Sólo el 1% del desperdicio de alimentos fue a parar a instalaciones de valorización energética3. La mala gestión de la fracción orgánica de los residuos municipales puede provocar la generación de gases de efecto invernadero, lixiviados de vertederos y otros productos nocivos derivados de la descomposición incontrolada de residuos orgánicos4, 5. Los gases y lixiviados de vertederos son perjudiciales para el medio ambiente y plantean preocupaciones de seguridad6, 7. La digestión anaeróbica (DA) de desechos orgánicos puede aliviar la presión de los vertederos al recolectar biogás y nutrientes de los desechos orgánicos. Este estudio se centra en la fracción de residuos alimentarios del flujo de residuos orgánicos.

La digestión anaeróbica se basa en microorganismos que descomponen sustancias orgánicas en ausencia de oxígeno8. El proceso de digestión consta de cuatro etapas (hidrólisis, acidogénesis, acetogénesis y metanogénesis), cada una llevada a cabo por diferentes grupos de microorganismos. Las matrices alimentarias complejas se hidrolizan extracelularmente en compuestos más simples, luego se acidifican y acetifican, que finalmente fermentan a acetato, dióxido de carbono y dihidrógeno por acción de las bacterias9. Estos productos sirven luego como sustratos para la producción de metano por arqueas metanogénicas10. Los sistemas comerciales de digestión anaeróbica se han optimizado durante décadas, centrándose en mayores rendimientos de biogás, mayores proporciones de metano:dióxido de carbono y menores rendimientos de sólidos residuales11. Rara vez se ha prestado atención al aumento del rendimiento del digestor, a pesar de la compensación económica que puede ofrecer una mayor capacidad de carga12. Esto es sorprendente dado que la mayor parte de los ingresos de las instalaciones de DA provienen de pagos por la eliminación de residuos de alimentos. Por lo tanto, aumentar la tasa de carga del digestor mejora la viabilidad financiera de dichas instalaciones y evita que más desechos orgánicos terminen en los vertederos.

Los alimentos tienen una comunidad microbiana asociada y son altamente susceptibles a la descomposición abiótica y la biodegradación. La muerte comienza tan pronto como se cosechan, procesan o producen los alimentos. Las instalaciones de digestión anaeróbica reciben residuos de alimentos en una etapa temprana de descomposición de una comunidad microbiana indígena cada vez más activa13. A pesar del potencial de la comunidad microbiana autóctona de los desechos de alimentos para desempeñar un papel en la digestión anaeróbica posterior, hay datos limitados disponibles sobre la comunidad microbiana de la materia prima de los desechos de alimentos (desperdicios de alimentos antes de la digestión anaeróbica) para las instalaciones de AD. Por ejemplo, se desconoce la diversidad y uniformidad de las comunidades bacterianas y fúngicas en los desechos de alimentos y cómo la composición de la comunidad microbiana se ve afectada por parámetros ambientales como el pH, el contenido de agua y el contenido de elementos. Dado que la composición de los residuos de alimentos puede variar, es razonable esperar que la composición de la comunidad microbiana también varíe, aunque esto nunca se ha investigado.

Este estudio investigó muestras de desechos de alimentos recibidas y despulpadas por una instalación comercial de digestión anaeróbica de desechos de alimentos en Australia. Se analizaron muestras de dos etapas del pretratamiento básico para detectar variaciones en la comunidad microbiana y características fisicoquímicas, incluido el pH y el contenido de elementos. La secuenciación y cuantificación del ARNr 16S y los ITS mostraron la estructura y los cambios en las comunidades microbianas de desechos de alimentos antes de la digestión anaeróbica. Los cambios en la composición de la comunidad microbiana durante el período de muestreo de 3 meses estuvieron relacionados con parámetros fisicoquímicos, específicamente el pH y el contenido de nitrógeno.

EarthPower, Sydney, NSW, Australia, proporcionó materia prima para desechos de alimentos. La instalación recibe residuos de alimentos sólidos y líquidos de instalaciones de producción de alimentos, supermercados y restaurantes. Los residuos de alimentos se clasifican y despulpan al recibirlos. Los desechos de alimentos líquidos son principalmente desechos de trampas de aceite y lodos que se pueden esparcir con una tasa de recepción inconsistente. La corriente líquida se mezcla con los residuos sólidos despulpados antes de la digestión anaeróbica. Se muestrearon dos tipos de materia prima, trituradora hidropulpera y alimento para digestor. Las muestras del Hydropulper son residuos de alimentos frescos despulpados a los que se les añade agua en una proporción de 3:1 (residuos/agua), excluyendo envases de plástico y otros materiales indeseables. Las muestras del tanque de alimentación del digestor incluyen tanto pulpa de desechos de alimentos como desechos de alimentos líquidos. La Figura 1a muestra un diagrama de flujo de proceso básico de la instalación. Las muestras se recolectaron en 38 fechas entre el 22 de junio de 2020 y el 17 de septiembre de 2020, luego se almacenaron a -20 °C individualmente antes de su procesamiento. EarthPower proporcionó datos sobre el contenido de agua y el pH de las muestras en el sitio. EarthPower decidió una frecuencia de muestreo no consistente según su conveniencia operativa. Hay aproximadamente entre 16 y 20 h de tiempo de detención entre la pulpa de residuos de alimentos y el tanque de alimentación del digestor. Los residuos de alimentos que llegan a la instalación se procesan diariamente en la trituradora hidropulpera. Luego, los residuos de alimentos procesados se almacenan durante 2 a 3 días en el tanque de alimentación del digestor. Ambas instalaciones funcionan a temperatura ambiente (8,7–24 °C, promedio 12,9 °C durante el período de muestreo).

(a) Diagrama de flujo del proceso básico de la instalación de digestión de residuos de alimentos. Los puntos de muestreo están sombreados en gris en el tanque de alimentación del hidrodespulpador y del digestor. Los residuos de alimentos líquidos incluyen principalmente trampas de grasa y residuos líquidos que se pueden limpiar con pala. La abundancia de (b) bacterias y (c) hongos por gramo de muestra (peso húmedo) tomada del hidrodespulpador (triángulos) y del digestor (cuadrados) se determinó mediante PCR cuantitativa dirigida a copias del gen 16S rRNA para bacterias y copias ITS para hongos. . Los recuentos de copias de genes representan mediciones de concentración celular, por lo que son relativos al peso húmedo de la muestra y son el número promedio de triplicados técnicos.

El ADN genómico se extrajo de 0,2 g de muestras de desechos alimentarios (peso húmedo) utilizando el kit de extracción de ADN QIAamp PowerFecal Pro (Qiagen). Se siguieron los protocolos del fabricante, excepto que se utilizó agua de grado PCR sin ADN (Sigma) en lugar de la solución C6 para la conservación final. La concentración de ADN genómico se midió utilizando un fluorómetro Qubit 2.0. Se realizaron reacciones en cadena de la polimerasa (PCR) sobre el ADN genómico extraído. Los cebadores utilizados fueron 1048F (5′-GTGSTGCAYGGYTGTCGTCA-3′) y 1294R (5′-GCCTACGATCGAACTGAGC 3′) para bacterias, e ITS1 (5′-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3′) & ITS4 (5′-TCCTCCGC TTATTGATA TGC-3′ ) para hongos. La configuración del ciclo térmico de la PCR de bacterias es una desnaturalización inicial a 95 °C durante 5 min, seguida de 30 ciclos de 30 s de desnaturalización a 94 °C, 30 s de hibridación a 58 °C y 40 s de extensión a 72 °C. C y el período de extensión final es de 10 min a 72 °C. La configuración de la PCR del hongo comienza con una desnaturalización inicial a 94 °C durante 5 min, seguida de 30 ciclos de 45 s de desnaturalización a 94 °C, 30 s de hibridación a 60 °C y 45 s de extensión a 72 °C. y el período de extensión final es de 10 min a 72 °C. Se utilizó electroforesis en gel para identificar la integridad del producto de PCR con gel de agarosa al 1% a 90 V durante 30 minutos.

Se utilizó PCR cuantitativa (qPCR) para cuantificar bacterias y hongos en muestras de desechos de alimentos con una máquina Bio-Rad CFX qPCR. Los cebadores utilizados para qPCR son 1048F (5′-GTGSTGCA YGGYTGTCGTCA-3′) y 1194R (5′-ACGTCATCCCCACCTTCC-3′) para el recuento total de copias del gen 16S rRNA que representa la comunidad bacteriana14 e ITS1 (5′-TCCGTAGGTGAACCTGCGG- 3 ') y 4 (5′-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3') para el recuento total de copias que representa la comunidad de hongos. La mezcla de la solución de trabajo contenía 5 µl de SsoFast EvaGreen Supermix (BIO-RAD), 0,1 µl de cada cebador, 0,1 µl de BSA (20 mg/ml) y 2,7 µl de agua molecular. Al sembrar, se utilizaron en cada pocillo placas de 96 pocillos con 8 µl de solución de trabajo y 2 µl de muestra. El protocolo de qPCR bacteriana total fue de 3 minutos de desnaturalización a 98 °C, cuarenta ciclos de replicación de segmentos de ADN a 90 °C durante 20 s y 62 °C durante 50 s. La temperatura disminuyó a 60 °C y se mantuvo durante 10 s para lecturas fluorescentes, luego de un aumento de temperatura de 60 a 90 °C en intervalos de 0,5 °C para el análisis de la curva de fusión. El protocolo de qPCR de cuantificación de hongos fue una desnaturalización de 2 minutos a 95 °C, cuarenta ciclos de replicación de segmentos de ADN a 90 °C durante 20 s, 55 °C durante 30 s y 72 °C durante 60 s. La temperatura se mantiene a 72 °C durante 10 min15, 16. La eficiencia promedio de la qPCR del gen 16S rRNA y de las copias del gen ITS fue del 95% y 96%, con una pendiente promedio de (− 3,42) y (− 3,46) y un R2 promedio igual a 0,993 y 0,995, respectivamente.

Se utilizó la secuenciación de Illumina para identificar especies de bacterias y hongos. La plataforma de secuenciación fue MiSeq v2 2 × 250 pb. El Centro Ramaciotti de la UNSW proporcionó el servicio de secuenciación, incluida la preparación de la biblioteca y las ejecuciones de secuenciación. Los ensayos de bacterias se prepararon con la biblioteca de amplicones del gen 16S rRNA y los ensayos de hongos con la biblioteca de amplicones ITS2 (UNSW, Sydney, Australia). Los resultados de la secuenciación de extremos emparejados se analizaron utilizando el proceso QIIME 2 2019.717. La profundidad de muestreo se estableció en 1600 para control de calidad. Se utilizó el complemento Dada218 para eliminar el ruido de los datos y la longitud de recorte se determinó mediante FastQC (https://www.bioinformatics.babraham.Ac.uk/projects/fastqc) para garantizar la calidad. La taxonomía se asignó utilizando el clasificador de taxonomía q2-feature classifier19 classify-sklearn naïve Bayes en la versión Silva 13820 para bacterias y UNITE 8.021 para la clasificación de taxonomía de hongos. La secuencia de referencia se modificó para aumentar la precisión y excluir el exceso del cebador. La secuencia de referencia no fue cortada por consejo del equipo QIIME222. Luego, las entradas de la secuencia genómica se hicieron BLAST (//blast.ncbi.nlm.nih.gov) para adquirir información sobre las especies. Las lecturas de secuencia extraídas de los resultados de Illumina se alinearon utilizando MUSCLE. Se generó un árbol filogenético de máxima probabilidad utilizando MEGA-723.

El contenido de carbono, nitrógeno y azufre de los desechos de alimentos liofilizados (una de cada dos muestras) se analizó con un cubo varioMARCO en la Unidad de Análisis Elemental y de Estado Sólido XRF del Centro Analítico Mark Wainwright de la UNSW (UNSW Sydney, Australia). Se siguió el protocolo operativo sugerido por el fabricante24.

La diversidad dentro de la muestra está representada por la riqueza de Margalef25 y la uniformidad de Simpson26 categorizadas según el tipo de muestra, el pH y el % de N. Los datos se calcularon con la tubería Qiime 2. La diversidad de muestras de bacterias y hongos se presentó en gráficos Unifrac PcoA ponderados27 categorizados por tipo de muestra, pH y contenido de elementos de nitrógeno. Los datos de taxonomía bacteriológica se filtraron para excluir secuencias de cloroplastos. La abundancia relativa de OTU se considera la abundancia de referencia de microorganismos en las muestras. Debido a las innumerables subcepas que son poco abundantes (<1%) o que solo están presentes en unas pocas muestras, las cuatro principales especies de bacterias (que representan >40% de la comunidad) se mantuvieron para realizar más cálculos de correlación. Asimismo, el análisis de la comunidad de hongos incluyó las cuatro especies más abundantes. Se utilizó GraphPad Prism 9 para analizar la correlación entre los parámetros ambientales y las variaciones en la estructura de la comunidad. Las correlaciones se examinan utilizando correlaciones de Spearman no paramétricas para cubrir más que relaciones lineales y generar mapas de calor. Los valores de P se calcularon con la prueba t de Student en Prism 9.

El crecimiento bacteriano en el tanque de alimentación del digestor se modeló utilizando la ecuación de Monod y los parámetros cinéticos de reacción clave (Figura S1). Las ecuaciones reflejan la tasa de crecimiento específica de las bacterias (\(\mu\)max), que depende de la temperatura, el pH y el nivel de nutrientes del medio. El (\(\mu\)max) elegido utilizado en el modelo fue conservador ya que el objetivo del modelo era determinar si había suficiente tiempo de residencia (estado estacionario) para que se produjera crecimiento bacteriano entre los dos puntos de muestreo. Otros parámetros cinéticos utilizados incluyen el rendimiento de biomasa (Yx/s) y la constante de saturación (Ks). La cinética de crecimiento se basó en Lactobacillus, que representa más del 70% de la comunidad bacteriana.

Este artículo no contiene ningún estudio con participantes humanos realizado por ninguno de los autores.

Para investigar la variación en las comunidades microbianas de los desechos de alimentos, se tomaron muestras de la trituradora del hidropulper y del tanque de alimentación del digestor (Fig. 1a) aproximadamente semanalmente durante 3 meses, desde el invierno hasta la primavera. Se extrajo el ADN y se determinó la abundancia total de ARNr 16S (bacterias) y secuencias del gen ITS (hongos) mediante PCR cuantitativa (Fig. 1b, c). La abundancia relativa de arqueas estuvo por debajo del 1%. La abundancia de copias del gen 16S rRNA fue de 4 a 6 órdenes de magnitud mayor que la abundancia de secuencias ITS, lo que indica que las bacterias son numéricamente dominantes. La abundancia de hongos fue similar en las muestras de alimento del hidrodespulpador y del digestor (promedio 4,3 ± 2,0 × 104 y 4,4 ± 2,0 × 104 copias/g, respectivamente). La abundancia bacteriana en el alimento del digestor (promedio 1,6 ± 2,4 × 1010 copias/g) fue 26 veces mayor que en el hidropulper (promedio 6,2 ± 6,4 × 108 copias/g), lo que indica proliferación.

Para estimar la tasa de crecimiento y el umbral de bacterias en los desechos de alimentos, se desarrolló un modelo de crecimiento bacteriano basado en tasas de crecimiento de Lactobacillus (> 70% de abundancia relativa de la comunidad de bacterias, Fig. 3a, b) en condiciones comparables y estimaciones de los sustratos de crecimiento disponibles. (Información del suplemento 1). El modelo se utilizó para determinar si el tiempo de residencia entre el hidrodespulpador y el tanque de alimentación del digestor (~ 16 h) era suficiente para explicar el aumento de 26 veces observado en la abundancia bacteriana. Desde un punto de partida de 6,2 × 108 copias/g, el modelo alcanzó una densidad de copias del gen 16S rRNA de 1 × 1010 copias/g después de 16 h y se estabilizó en 1,3 × 1010 copias/g después de 18 h. Los datos del modelo de crecimiento y los datos de qPCR son consistentes con la proliferación de bacterias en los desechos de alimentos entre el hidropulper y el tanque de alimentación del digestor anaeróbico.

La Figura 2 muestra la variación de la estructura de la comunidad fúngica en las muestras de alimento del hidropulper y del digestor. La secuenciación se realizó en la plataforma Illumina ITS y se utilizaron canalizaciones QIIME 2 para procesar las lecturas. Los linajes de hongos más abundantes pertenecen a los géneros Saccharomyces y Kazachstania. Las muestras del tanque de alimentación del digestor contenían más Saccharomyces y las cepas de hongos con una abundancia <1% disminuyeron en abundancia relativa. La composición de la comunidad de hongos en la materia prima de los desechos de alimentos fue relativamente constante durante el período de muestreo de 3 meses. La estructura comunitaria consistente con la falta de proliferación de hongos entre las muestras de alimento del hidropulper y del digestor indicó una actividad fúngica limitada en los desechos de alimentos.

Composición de la comunidad fúngica en (a) muestras de alimento del hidropulper y (b) del digestor.

La Figura 3a, b muestra la variación de las comunidades bacterianas en las muestras de alimento del hidropulper y del digestor. Se utilizó la secuenciación de ARNr Illumina 16S para generar lecturas sin procesar y se utilizaron canalizaciones QIIME 2 para procesar las lecturas. Los linajes de Lactobacillaceae (incluidos Lactobacillus y Lactiplantibacillus) dominaron durante todo el período de muestreo, con una abundancia relativa total promedio en el hidrodespulpador de 64% y 78% en el alimento del digestor. La abundancia relativa de Lactobacillaceae fue más variable en el hidrodespulpador que en el digestor, oscilando entre 32 y 93%. Se utilizaron secuencias dentro de la familia Lactobacillaceae y parientes más cercanos de la base de datos NCBI para generar un árbol filogenético para permitir la asignación de especies (Fig. 3c). Se agregaron como grupos externos las cepas de Leuconostoc y Klebsiella. Tres de los linajes de Lactobacillaceae más abundantes pertenecían a Lactobacillus amylovorus (Lin1), Lactobacillus sanfranciscensis (Lin2) y Lactiplantibacillus plantarum (Lin3). Lactobacillus amylovorus (Lin1) fue la especie más abundante en el hidropulpador, mientras que Lactobacillus sanfranciscensis (Lin2) y Lactiplantibacillus plantarum (Lin3) fueron las más abundantes en las muestras de alimento del digestor. Otros linajes bacterianos con una abundancia relativa superior al 1% incluyen Klebsiella, Leuconostoc, Acetobacter, Pseudomonas, Weissella, Brachymonas, Cloacimonadaceae W5 y Enterobacteriaceae no clasificadas. Fueron más abundantes en las muestras del hidropulper que en las muestras de alimento del digestor. Los linajes bacterianos con menos del 1% de abundancia relativa en el hidrodespulpador habían disminuido aún más en abundancia relativa en el alimento del digestor.

Composición de la comunidad bacteriana en muestras de desechos de alimentos de (a) el hidropulper y (b) el alimento del digestor determinada con secuenciación de Illumina. Las identidades a nivel de género se presentan siempre que sea posible. La abundancia relativa excluye las entradas de cloroplastos (<25%). La variación en la abundancia de Lactobacillaceae en la comunidad bacteriana incluye solo linajes de Lactobacillaceae con > 1% de abundancia relativa (Lin1-7). Las Lactobacillaceae menores incluyen todos los linajes de Lactobacillaceae con menos del 1% de abundancia relativa. Las líneas 1–3 en los gráficos corresponden a Lactobacillus/Lactiplantibacillus Lin1-3 en la leyenda. (c) Árbol filogenético de máxima probabilidad de la familia Lactobacillaceae extraído de las entradas de la secuencia de Illumina 16S rRNA Illumina (Lin1-7 indicado por un círculo sólido). Número y escala en la figura que muestra la relación filogenética entre los linajes bacterianos observados en los desechos de alimentos y sus parientes cultivados más cercanos. Los números representan valores de arranque (confianza del punto de ramificación) de 500 réplicas.

Para comprender la relación entre las características fisicoquímicas de los desechos de alimentos y las variaciones de composición de la comunidad microbiana, se midieron tres características de los desechos de alimentos (Información complementaria). La Figura S2a muestra el contenido de agua y la variación del pH de las muestras durante 3 meses. La Figura S2b muestra las proporciones de carbono, nitrógeno y azufre en las muestras. Las muestras de alimentación del digestor y del hidropulper tienen contenido similar de carbono (promedio de 43,38% y 42,47%, respectivamente), nitrógeno (promedio de 2,40% y 2,46%, respectivamente) y azufre (promedio de 0,18% y 0,32%, respectivamente). Aunque las características de la muestra entre los dos puntos de muestreo son similares en promedio, diariamente la muestra puede ser muy diferente. Aunque los contenidos elementales promedio fueron similares, el patrón de variación del contenido de carbono en el hidropulper fue diferente al de la muestra de alimentación del digestor del mismo día. De manera similar, el contenido de nitrógeno tuvo una variación de abundancia diferente entre las muestras del mismo día de los dos lugares de muestreo.

La Figura 4 muestra la diversidad de la comunidad bacteriana entre las muestras. La comunidad de hongos (no mostrada) no arrojó ninguna agrupación destacada para todas las categorías de metadatos. Para la comunidad bacteriana, se identificaron dos categorías de metadatos, pH y contenido de elementos de nitrógeno, con anidaciones asociadas con rangos específicos. La comunidad bacteriana experimentó cambios estructurales desde el hidrodespulpador hasta las muestras del tanque de alimentación del digestor. Cuanto más bajo era el pH o mayor era el contenido de nitrógeno, más estrechamente relacionadas estaban las comunidades bacterianas. El rango de pH de 3,5 a 4 y el contenido de elemento nitrógeno de 3 a 3,5% mostraron una fuerte influencia en la comunidad bacteriana.

Los gráficos ponderados de PCoA muestran la relación entre los parámetros ambientales y la composición de la comunidad bacteriana. Las comunidades de hidropulpador (cuadrados) y de alimento digestor (estrellas) son distintas (a). El contenido de pH (b) y nitrógeno (c) mostró una agrupación específica a un pH de 3,5 a 4 y un contenido de nitrógeno de 3 a 3,5% (indicado por color negro).

La diversidad dentro de cada muestra con respecto a los tres criterios de metadatos, tipo de muestra, pH y N% de la materia prima, se resume en la Tabla 1. Las muestras del hidropulper tuvieron mayor diversidad (riqueza) bacteriana que las muestras de alimento del digestor (P = 4.72E-07). . Cuando el pH era superior a 5, la riqueza de la comunidad bacteriana aumentó (P = 0,039) y un mayor porcentaje de nitrógeno se asoció con un aumento en la uniformidad de la comunidad bacteriana (P = 0,040).

La Figura 5 ilustra las correlaciones entre los parámetros ambientales, las características fisicoquímicas, la variación de la abundancia de especies y la variación de la comunidad tanto para comunidades bacterianas como fúngicas. Las escalas de factores de -1 a 1 indican una correlación de Spearman no paramétrica positiva o negativa total. Las puntuaciones de correlación subrayadas tuvieron diferencias significativas (P <0,05).

El mapa de calor bacteriano indica las relaciones entre los parámetros ambientales (pH, contenido de nitrógeno, la variación en la abundancia relativa y el número de copias del gen 16S rRNA bacteriano en la muestra separada en muestras de hidropulper (a) y de alimentación del digestor (b). La celda del mapa de calor negativo (verde oscuro) indica una correlación de Spearman no paramétrica negativa y viceversa. El mapa de calor del hongo indica las relaciones entre los parámetros ambientales, la varianza en la abundancia relativa de la cepa y el número de copias del gen ITS del hongo en la muestra separada en hidropulper. (c) y muestras de alimentación del digestor (d). La celda del mapa de calor negativa (verde oscuro) indica una correlación de Spearman no paramétrica negativa y viceversa. Las entradas subrayadas tienen un valor de P inferior a 0,05 de la prueba de significancia.

Entre el hidrodespulpador y el tanque de alimentación del digestor, el contenido de nitrógeno se correlacionó positivamente con abundantes géneros bacterianos (Lactobacilus, Leunocostoc y Klebessila) y negativamente con el pH. Además, la búsqueda BLAST de entradas de Illumina permitió analizar las variaciones de abundancia de especies de Lactobacillaceae en diversas condiciones. Los muy abundantes L. plantarum (Lin3), L. sanfranciscensis (Lin2) y L. amylovorus (Lin1) se correlacionaron con el pH, el contenido de nitrógeno y carbono con dependencia variada.

En la comunidad de hongos (Fig. 5c, d), el contenido de elementos de azufre y nitrógeno afectó a la comunidad de hidropulper, donde las cepas de hongos están conectadas negativamente. El pH no se correlacionó claramente con la abundancia relativa de cepas de hongos o el número de copias del gen ITS.

La producción de metano durante la digestión anaeróbica se correlaciona con la abundancia relativa de linajes bacterianos y arqueales específicos en la comunidad microbiana actual28. La composición de las comunidades microbianas está determinada por las tasas de crecimiento y muerte de los miembros de la comunidad y la inmigración desde fuera del sistema que alberga a la comunidad29. En el contexto de la digestión anaeróbica de los desechos alimentarios, la inmigración está lógicamente impulsada por la comunidad indígena de la materia prima de los desechos alimentarios. La microbiota asociada a la materia prima es además relevante con respecto a las transformaciones químicas que cataliza antes de que la materia prima entre en un digestor (pretratamiento biológico).

A pesar de su relevancia para la digestión anaeróbica de los desechos de alimentos, se sabe relativamente poco sobre la composición de las comunidades microbianas en los desechos de alimentos. Un estudio describió la comunidad microbiana en los alimentos de una cantimplora desde el momento en que se desecharon y durante las 72 h13 siguientes. Otro describió cambios en la composición comunitaria de los desechos de alimentos en respuesta a la aireación30. Además, un estudio ha explicado la variación de la composición de los residuos de alimentos en respuesta al entorno de almacenamiento31. Ninguno ha descrito cómo la composición comunitaria de la materia prima de desperdicio de alimentos recibida por una instalación de digestión varía con el tiempo o dentro de diferentes unidades antes de ingresar a los digestores. Los residuos de alimentos que se someten a digestión anaeróbica están compuestos principalmente por bacterias, especialmente Lactobacillaceae. Sin embargo, la comunidad bacteriana no es estable y varía cada día junto con el pH y los niveles de nitrógeno de los desechos. El amoníaco, como forma de nitrógeno, puede inhibir el crecimiento de varias especies de bacterias y ejercer una presión selectiva y cambiar la comunidad microbiana en los desechos de alimentos32. Este conocimiento sustenta los intentos futuros de diseñar racionalmente la comunidad de desechos de alimentos para mejorar la recuperación de recursos posteriores.

En el estudio actual de una instalación de digestión anaeróbica industrial que manipula residuos de alimentos, se cuantificaron bacterias y hongos en muestras de residuos de alimentos de la unidad hidropulpadora y de la unidad de almacenamiento posterior desde la que se transfieren los residuos de alimentos al digestor. El pH osciló entre 3 y 5,5 con tendencia a la baja durante toda la campaña de muestreo. El contenido de agua se situó entre el 80 y el 90%. El cambio de pH de los desechos de alimentos podría deberse a cambios en la composición de los desechos de alimentos, ya que un pH más bajo está asociado con desechos de alimentos ricos en carbohidratos y un pH más alto asociado con desechos de alimentos ricos en proteínas o la temperatura de almacenamiento que afecta la producción de productos de fermentación ácidos31 .

La cuantificación de secuencias de hongos y bacterias reveló que las bacterias son numéricamente dominantes en los desechos de alimentos en varios órdenes de magnitud. Esto sugiere que los hongos desempeñan un papel limitado en la descomposición o despolimerización de los residuos de alimentos antes de la digestión anaeróbica. Las levaduras estrechamente relacionadas Saccharomyces y Khazachstania fueron los linajes de hongos dominantes. Khazachstania se ha observado previamente en desechos de alimentos y es común en comunidades de fermentación de alimentos33. Los Saccharomyces se encuentran comúnmente en desechos de fermentación de alimentos, como el lavado de fábricas de cerveza y panaderías34, 35. La baja abundancia de mohos puede deberse a la homogeneización de los desechos de alimentos en manipulación, transporte y, en última instancia, despulpado, y la limitada disponibilidad de oxígeno36, pero la baja abundancia de hongos en general fue sorprendente. Los hongos pueden tolerar el pH bajo y la limitación de oxígeno, por lo que es posible que los hongos en los desechos de alimentos sean suprimidos mediante la producción de agentes antifúngicos por parte de las bacterias. Se sabe que las bacterias Lactobacillus sanfranciscensis (Lin2) y Lactiplantibacillus plantarum (Lin3), que en este estudio dominan la comunidad bacteriana, producen sustancias antifúngicas37. Independientemente del motivo de la baja abundancia relativa de hongos, parece que las capacidades biodegradativas de los hongos no se están aprovechando en los desechos de alimentos.

La comunidad bacteriana estaba dominada por linajes dentro de la familia Lactobacillaceae (principalmente especies de Lactobacillus). Las especies de Lactobacillus son bien conocidas por su capacidad para fermentar azúcares bajo limitación de oxígeno y por la liberación asociada de ácidos grasos volátiles que resulta en una caída del pH 38. Esto se ha aprovechado durante mucho tiempo en la conservación de alimentos porque reducir el pH por debajo de 5 crea condiciones desfavorables para la mayoría de los microbios39, 40. En esencia, las especies de Lactobacillus excluyen a los competidores en los desechos de alimentos mediante la manipulación del pH. Esto limita la capacidad de biodegradación de la comunidad microbiana en los desechos de alimentos a la actividad enzimática degradativa generada por Lactobacillus. Con respecto a la actividad enzimática extracelular, se sabe que abundantes linajes de L. amylovorus, L. sanfranciscensis y L. plantarum producen amilasa41,41,42,44. También se sabe que L. amylovorus y L. plantarum producen lipasa y proteasa45,45,47 aunque la actividad proteolítica es moderada48, 49. L. plantarum también produce feruloil esterasa extracelular50, mientras que solo se ha informado que L. amylovorus produce esterasa intracelular51. Por lo tanto, las tres bacterias más abundantes observadas pueden producir amilasa, lipasa, proteasa y feruloil esterasa, pero no se sabe que produzcan celulasa. Probablemente desempeñan un papel importante en la degradación del almidón, pero tienen una capacidad limitada para hidrolizar la biomasa lignocelulósica. Puede haber potencial en la bioaumentación de las bacterias productoras de celulasa para aumentar la eficiencia de la digestión posterior.

Las proteobacterias se destacaron por su ausencia en los desechos de alimentos13, 40, 52. Las proteobacterias son capaces de degradar diversas sustancias complejas y prevalecen en los sistemas de digestión anaeróbica53, 54. Esto respalda el potencial de bioaumentar los desechos de alimentos con proteobacterias o alterar las condiciones para el crecimiento de proteobacterias para aprovecharlas. sus capacidades de degradación, incluida la actividad celulasa55.

El pretratamiento aeróbico de sustratos orgánicos puede mejorar la digestión anaeróbica56,56,58. Se cree que esto es una consecuencia de la reducción de la concentración de sustratos fácilmente digeribles que puede resultar en rápidas disminuciones del pH debido a la producción de AGV en condiciones anaeróbicas, la oxidación acelerada de los AGV y la despolimerización de biopolímeros relativamente recalcitrantes, lo que resulta en una digestión más extensa y una reducción de los biosólidos59. , 60. El pretratamiento aeróbico puede aumentar la estabilidad y eficiencia de la digestión61,61,63. Estos beneficios derivados de la aireación dependen lógicamente de la composición de las comunidades microbianas autóctonas de los residuos de alimentos y de las capacidades catalíticas codificadas en ellas30.

Este estudio mostró la variabilidad de la estructura de la comunidad microbiana en los desechos de alimentos. Las muestras mostraron dominancia y crecimiento de la comunidad bacteriana pero no de la comunidad fúngica. Las Lactobacillaceae fueron dominantes y su actividad estuvo influenciada principalmente por el pH y el contenido de nitrógeno. Los resultados informan sobre el potencial para ajustar la comunidad mediante bioaumentación o suministro de aire para lograr una mayor eficiencia de digestión posterior. Estas observaciones forman una base a partir de la cual se puede desarrollar una ingeniería racional de las condiciones de pretratamiento de residuos de alimentos para aumentar el rendimiento de la digestión anaeróbica.

Los resultados de la secuenciación se pueden encontrar en el archivo de lectura de secuencia NCBI PRJNA805020. Otros conjuntos de datos generados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente a solicitud razonable.

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Los autores agradecen a EarthPower por proporcionar muestras, al Centro Ramaciotti (UNSW) por la secuenciación y al Centro Analítico Mark Wainwright por el análisis elemental. Además, el autor agradece al DPI de NSW por el apoyo financiero.

Este trabajo fue financiado a través de una subvención del Departamento de Planificación, Industria y Medio Ambiente de Nueva Gales del Sur en colaboración con la UNSW Sydney.

Escuela de Ingeniería Civil y Ambiental, UNSW Sydney, Sydney, NSW, 2052, Australia

Linjie Tang, bajo Kimyon y Michael J. Manefield

Escuela de Ingeniería Química, UNSW Sydney, Sydney, NSW, 2052, Australia

Jack O'Dwyer

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LT fue responsable de la redacción del manuscrito, el diseño de la investigación y la ejecución del experimento, JO contribuyó a parte de la generación de datos y la redacción del manuscrito, OK brindó soporte técnico en experimentos e interpretación de datos, MM guió el diseño de la investigación y brindó retroalimentación sobre los resultados de la investigación. OK y MM revisaron y aprobaron el manuscrito.

Correspondencia a Linjie Tang.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Tang, L., O'Dwyer, J., Kimyon, Ö. et al. Composición de la comunidad microbiana de los desechos de alimentos antes de la digestión anaeróbica. Representante científico 13, 12703 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39991-w

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Recibido: 19 de abril de 2023

Aceptado: 03 de agosto de 2023

Publicado: 05 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39991-w

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